7.流行病学美国1987年首先暴发PRRS，但后来用血清学方法证实1985和1986两年在美国收集的猪血清中就已经存在PRRSV的特异性抗体。1990年6月欧洲首次在德国发现该病流行，年末又在荷兰发现该病，两国的集约化猪场有近4000个猪群感染了PRRSV，并很快蔓延到其它欧洲国家。该病在北美和欧洲分别于1989年和1991年达到流行高峰，随后发病率逐渐下降。据报道，目前美国猪群的血清阳转率高达50%。有的研究结果表明PRRS流行后,病毒可在多数猪群中持续存在，其原因至少有以下三个:
①一些母猪在PRRS暴发的早期可能免受病毒侵害，但在数月后感染发病，并将病毒传给其它健康猪；
②育肥猪的病毒血症一般持续4周，所以育肥猪感染后可成为PRRSV的贮存宿主，并将病毒传给刚断奶的仔猪。野外调查表明排毒的种猪、育肥猪是将病毒传给刚断奶仔猪的一个重要因素；
③易感初产母猪可能是病毒在猪群中持续存在的另一因素。
PRRSV的主要传播途径是接触感染、空气传播和精液传播。将感染猪特别是隐性感染猪引入易感猪群是该病流行的重要原因。实验证明，易感猪可经口、鼻腔、肌肉、腹腔、静脉及子宫内接种等多种途径而感染病毒。猪感染病毒后2～14周均可通过接触将病毒传播给其它易感猪。从病猪的鼻腔、粪便拭子及尿中均可分离到病毒。据报道,引入感染猪后易感猪群发生PRRS的潜伏期，最短为3天，最长37天。1990年德国发生PRRS后，病毒可能借助空气途径(季候风)，传播到其它欧洲国家。欧洲的高湿、低温、低风速构成了病毒经空气传播的适宜条件。精液传播途径已被证实，用感染公猪的精液人工授精可使健康初产母猪血清阳转。将感染公猪的精液注射到易感母猪也可引起血清阳转。临床观察表明,精液传播病毒的持续时间较短，一般不到一周时间。Zimmerman等(1993)报道，某些鸟类可能传播PRRSV。用含104个TCID50PRRSV的饮水喂养绿头鸭、麝鸭、珍珠鸡和杂交肉鸡，5～24天后再进行病毒分离，结果除麝鸭外，均能从其它3种鸟类动物的粪便中分离到病毒。在怀孕早期，病毒可通过胎盘感染胎儿，但其机制尚不清楚，推测这可能与感染的巨噬细胞通过胎盘进入胎儿体内有关。但在怀孕中期病毒很难通过胎盘而感染胎儿。目前尚不清楚病毒是如何引起胎儿死亡的。公猪感染后除表现一般临床症状外，还可见精子质量降低，表现为精子活力下降，畸形精子增多。虽然未能从睾丸和附睾组织中分离到病毒，但最近建立的PCR方法却能检测到精液中存在病毒RNA。目前尚不清楚精液中的病毒是从哪里来的。
8.免疫猪对PRRSV感染可产生免疫力。感染后6～7天即可从血清中检测到抗体反应，但中和抗体产生缓慢，需6～8周甚至更长时间，这可能是病毒血症可持续4周以上的原因。因为母猪的中和抗体产生较快，其病毒血症的时间也就较短。中和抗体可以在CL2621细胞上进行中和试验来测定，但不能用PAM来测定。因为抗体可促进病毒对PAM的感染。这种抗体依赖性感染增强的原因可能是病毒与抗体形成免疫复合物后，借助细胞表面的Fc受体而与PAM结合，从而促进了病毒进入细胞。据报道PRRSV接种PAM的同时，加入特异抗血清，可使培养的病毒滴度增加10～100倍。有实验证明，PRRSV与阳性血清一同注射到怀孕中期胎儿,这时的病毒复制较单独注射病毒时明显增强。与PRRSV同属的LDV感染小鼠后，需要很高的抗体滴度才能阻止LDV感染。体内较低的中和抗体往往不能有效地抑制LDV，所以小鼠的病毒血症可持续终身。这种现象也存在于其它一些病毒，如人的登革热病毒(Denv)，当患者体内中和抗体滴度很高时，机体可以抵抗病毒的再次入侵,而当中和抗体滴度较低时，病毒的增殖则进一步增强，病情更加严重，特别是异型Denv的再次入侵。这种现象使人们目前无法研制出有效的Denv疫苗。PRRSV与Denv具有相似的地方，如敏感细胞都是Fc受体阳性,都具有抗体依赖性感染增强现象以及均有不同的抗原变异株。这在研究PRRSV疫苗过程中是值得注意的。最近国外已试制成功细胞培养灭活苗,但有关疫苗的免疫效果,学者们的评价尚不一致。最近有人报道,与在肺部造成局部性免疫抑制相反，感染PRRSV可增强猪对异种抗原的免疫应答反应(既可以增强体液免疫亦可增强细胞免疫)。
9诊断在未成功分离PRRSV之前，该病的诊断主要靠病猪典型的临床症状，特征性的组织学病理变化，特别是间质性肺炎，当然要排除其它已知能引起繁殖障碍及呼吸道症状的病原。目前，一般根据临床症状、病理组织学变化、病毒分离鉴定、血清学方法等的结果进行综合诊断。
(1)临床诊断：因为存在大量的亚临床感染，临床症状是诊断该病的首要条件。但是不同猪群发病后的临床症状有所不同，只有暴发急性PRRS时，临床诊断才有重要意义。Cromwijk提出了一种简单的临床诊断方法，共有3项指标:①流产或早产超过8%；②死胎率超过20%；③仔猪出生后第一周死亡率超过25%。在14天内，这三项指标中如果有两项符合，则临床诊断成立。很显然，这种标准只适合于急性PRRS。
(2)组织病理学检查：在未发生继发感染的情况下，感染猪一般不表现肉眼可见的病理变化，此时需要进行组织病理学检查。组织病理学检查主要适合于发病仔猪，对母猪、流产胎儿及育肥猪的意义不大。间质性肺炎是PRRS最常见的特征性组织病理学变化。在感染猪，有时还可见鼻炎、脑炎和心肌炎等组织病理学变化。
(3)病毒检测：用于病毒分离的细胞有PAM、CL2621和Marc145。不同的毒株对不同的细胞有所选择，但大多数毒株，特别是从血清中分离病毒时，都可用PAM。根据病毒的培养特性，电镜观察，再综合临床症状及病理学检测，即可做出初步诊断，但还需进行血清学方法或分子诊断方法进行确诊。尽管病猪和胎儿的多种组织均可用于病毒分离，但分离效果最好的是肺组织和血清。在分离病毒前，病料和血清样品必须置于4℃或冰冻保存，以免样品中的病毒失活。检测病毒的血清学方法有荧光抗体染色和免疫酶测定技术。应用荧光素FITC或辣根过氧化物酶标记的多抗或单抗，可以直接快速地检测病猪肺、脾组织细胞中的病毒抗原，也可以检测组织培养细胞中的病毒抗原。最近建立的RTPCR检测方法为快速、特异、灵敏地检测PRRSV提供了新的技术。Suarez等(1994)建立了检测PRRSV的RTPCR方法。该方法既可检测病猪血清、血浆或PAM中的病毒RNA，也可检测细胞培养物中的病毒RNA，具有很高的特异性和敏感性，与7种常见的猪病毒均不反应。以感染PAM为材料，可以检测到67个TCID50的病毒；如以感染仔猪血清为样品，可以检测到约100个TCID50的病毒。Hennings等(1995年)建立了检测猪精液中PRRSV的RTPCR方法，该方法快速、敏感、可靠，实验接毒92天后，仍能从精液中检测出病毒RNA。此外Mardassi等(1994)建立了鉴别PRRSV不同地理毒株的RTPCR方法，可以容易地将加拿大毒株(B群)与LV(A群)毒株区分开。建立病毒PCR检测方法的原则是扩增病毒特异而保守的基因片段。目前建立的RTPCR方法主要是扩增PRRSVN蛋白的基因片段，因为N基因是最较保守的。
(4)血清学方法:检测繁殖障碍母猪是否发生血清阳转，对PRRS的诊断具有重要意义。目前有4种血清学方法用于检测PRRSV抗体，即免疫过氧化物酶单层试验(IPMA)、间接荧光抗体试验(IFA)、血清中和试验(SN)和酶联免疫吸附试验(ELISA)。IPMA和IFA均能从感染后6天的动物体内检出PRRSV抗体，两者在敏感性及特异性上相似。这二种方法同样适合于检测PAM、CL2621及Marc145三种细胞中增殖的病毒抗原。SN抗体较IFA抗体出现晚，但比IFA抗体存在的时间长。SN不能在PAM细胞上进行，只能在CL2621和Marc145细胞上进行。有关ELISA检查PRRS抗体的特异性和敏感性,目前的报道不完全一致，但因ELISA可自动显示结果，大规模检查时经济方便，如能进一步改良，无疑会有广阔的应用前景。
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